Die Aussaat von Freilandorchideen
- Teil 5 - Das Kochen von Nährböden -
Die Nährböden zur Aussaat und zum Umlegen unterscheiden sich etwas. Viele Arten benötigen zum Anstoß der Keimung Phytohormone, in der Natur ist das z.B. Zeatin. In der Orchideenvermehrung verwendet man zur Aussaat meistens synthetische Stoffe mit Cytokinin-Eigenschaften wie Benzyladenin oder Kinetin, insbesondere weil diese bei der notwendigen Sterilisierung nicht zerstört werden. Andere wie m-Topolin oder Gibberellinsäure sind nicht temperaturstabil und müssten dem Nährboden nach dem Abkühlen auf ca. 40°C durch ein Sterilfilter zugesetzt werden. Damit ist aber der Hobbyzüchter doch überfordert.
Umlegeböden benötigen diese synthetischen Zusätze nicht, aber organische Komponenten wie Ananas, Kartoffel oder Kokoswasser, die auch den Umlegeböden zugesetzt werden können, enthalten ebenfalls natürliche Phytohormone, die sich offensichtlich positiv auf die Sämlingsentwicklung auswirken.
Ich säe fast ausschließlich in Reagenzgläser aus, allenfalls in seltenen Fällen auch einmal in Rundgläser. Die Gründe:
- Ich benötige pro Glas lediglich 5-6 ml Nährboden, das ist vielleicht der wichtigste Grund.
- Man kann die Samen mit dem Spatel sehr schön in den Nährboden der Reagenzgläser hineindrücken, um besseren Kontakt mit dem Nährboden zu schaffen, was die Keimung erleichtert. Vor allem bei der Grünaussaat, bei der oft ganze Samenleisten in das Reagenzglas eingebracht werden, ist ein inniger Kontakt der Fläche mit den Embryonen besonders wichtig. Bei den Rundgläsern ist das nicht so einfach die Samen einzudrücken und gleichmäßig zu verteilen.
- Reagenzgläser kann man sehr schön in Gefriertüten, Marmeladen- oder Honiggläsern senkrecht aufbewahren und benötigt dafür nur sehr wenig Platz, auch bei Hunderten von Gläsern.
- Schließlich kann man mit einer 10-fach-Lupe sehr schön in die Gläser hinein schauen, kann erkennen, ob überhaupt Embryonen in den Samen sind, ob diese nach einiger Zeit quellen, um den Keimvorgang einzuleiten, oder ob sie sich bald rötlich oder braun verfärben, um den Tod zu belegen. Auch den optimalen Zeitpunkt für das Umlegen der Protokorme kann man so leicht erkennen.
Wenn ich Nährboden koche, dann nur sehr selten eine einzige Variante. Meistens kombiniere ich mehrere Frucht- oder Pflanzensäfte oder setze verschiedene Hormone ein. Damit es sich lohnt, koche ich immer mindestens 0,5 oder 1 Liter. Bei 5 ml je Glas komme ich rechnerisch auf 200 Gläser pro 1 Liter; durch Verdunstung und ungenaues Abmessen sind es in der Praxis einige weniger
Der Arbeitsvorgang:
In einen Edelstahl- oder emaillierten Topf fülle ich 1 Liter dest. Wasser – dieses entmineralisierte Wasser aus den Bau- oder Supermärkten ist in Ordnung.
Dazu kommen 15-20 g Zucker, ggf. 2 g Aktivkohle und 6 g Agar.
Die anderen Zutaten sind hier einmal abgebildet, es ist eine ganze Menge an Chemikalien.
Man braucht diese, wenn man wirklich gute Erfolge haben will und nicht nur einmal an der Orchideenvermehrung schnuppern möchte. Dafür würden käufliche Nährböden oder Küchenrezepte vollkommen ausreichen. Für einfache Arten wie Dactylorhiza eignen sich zur Aussaat z.B. die Böden von Sigma-Aldrich in halber Konzentration (P-6668), aber für die schwierigeren Arten reichen diese Böden nicht aus, die Samen keimen auf ihnen einfach nicht.
www.sigmaaldrich.com/germany.html
Besser für Erdorchideen geeignete Böden bezieht man z.B. von Phytotechlab aus USA.
Sehr gute Keimung habe ich fast immer auf den Böden von Svante Malmgren erhalten, wobei ich dem Boden 2% neutralisierten Ananassaft zugesetzt habe. Zum Umlegen fand ich den Boden allerdings weniger geeignet. Hier noch einmal sein Link:
Es ist ja ein ganz einfaches Rezept. Ein Problem stellt meistens die Beschaffung der medizinischen Aminosäure-Lösung dar. Man kann anstelle der Aminosäuren aber auch Caseinhydrolysat verwenden. Positive Erfahrungen gibt es inzwischen auch mit Aminosäuren, wie sie in Fitness-Centern angeboten werden:
Seit einiger Zeit arbeite ich lieber mit Stammlösungen, das erspart mir viel Arbeit beim Abwiegen der einzelnen Chemikalien auf der Analysenwaage. In einer Stammlösung kann ich mehrere Komponenten vereinigen, z.B. Vitamine, Spurenelemente oder auch manche Hauptnährstoffe. In diesem Fall sind es 4 Stammlösungen mit den Hauptnährstoffen und 2 Stammlösungen mit den Spurenelementen und B-Vitaminen. Diese Lösungen werden mit einer passenden Spritze direkt in den Kochtopf dosiert. Auch die Phytohormone sind in weiteren Stammlösungen enthalten und so eingestellt, dass man davon z.B. 1 ml pro Liter dosiert. Die genaue Zusammensetzung dieser Stammlösungen und auch eine vergleichbare Rezeptur aus einzelnen Chemikalien stehen im nächsten Teil.
Die Stammlösungen haben den ganz großen Vorteil, dass man z.B. Lösungen für 100 Liter vorbereiten kann, die im eingefrorenen Zustand den Bedarf mehrerer Jahre abdecken.
Warum kann man nicht alle Komponenten in eine einzige Stammlösung einbringen? Ich will es einmal an einem Beispiel zeigen. Nehmen wir einmal die Hauptnährstoffe Calcium und Phosphat. Calciumphosphat ist in Wasser praktisch unlöslich, kann also nicht Bestandteil einer Lösung sein. Ich kann aber z.B. Kaliumdihydrogenphosphat in eine Lösung bringen und Calciumnitrat in eine andere. Wenn ich die direkt zusammen schütte, dann fällt das Calciumphosphat aus und Kaliumnitrat entsteht. Also müssen diese Stoffe getrennt bleiben bis sie durch entsprechende Verdünnung im Nährbodenansatz nicht mehr zur Ausfällung fähig sind. In der fertigen Nährbodenlösung spielt es keine Rolle, in welcher Form die Nährstoffe eingebracht wurden, weil nur die Ionen zählen, z.B. das 2-fach positiv geladene Calcium-Ion, das einfach positiv geladene Kalium-Ion oder das dreifach negativ geladene Phosphat-Ion
Die Stammlösungen werden grundsätzlich eingefroren, sonst verderben sie relativ rasch durch Mikroorganismen. Ich taue sie am Vorabend auf, indem ich die Flaschen bei Raumtemperatur in eine große Gefriertüte mit viel Luft stelle, die ich dann verschließe. Damit erspare ich mir die Bildung von Eis auf der Oberfläche der Flaschen und das Durchweichen von Papieretiketten. Am nächsten Morgen ist alles flüssig geworden und bereit zum Einsatz.
Auch die anderen Komponenten wie auf pH 5,7 neutralisierter Ananassaft, Kartoffel-Glucose-Extrakt oder Wasser aus der reifen Kokosnuss, die dem Nährboden ebenfalls vor dem Aufheizen zugesetzt werden, muss man eingefroren lagern.
Damit sind zunächst alle notwendigen Zutaten im Topf, der dann auf dem Herd bei höchster Stufe aufgeheizt und immer wieder durchgerührt wird. Zunächst backt der Agar am Boden etwas an, aber gegen Ende, kurz vor dem Aufkochen, löst sich alles auf. Wichtig ist, dass wirklich für einige Zeit aufgekocht und gerührt wird, damit sich der Agar vollständig löst. Insbesondere Agar-Sorten aus dem Reformhaus lösen sich manchmal sehr schlecht auf. Ergebnis ist dann ein sich nicht verfestigender Nährboden, über den sehr viele Anfänger klagen. Mit dem Agar von Fa. Omikron bin ich immer sehr zufrieden gewesen.
Beim Aufkochen ist aber auch darauf zu achten, dass die Lösung nicht überkocht, sie neigt leider etwas zum Schäumen. Also einen ausreichend großen Topf wählen, gut rühren, und den Herd rechtzeitig kleiner stellen.
Ich messe dann auf einer Küchenwaage z.B. 100 oder 200 g des Nährbodens in einem kleineren Topf ab, und dann erst kommen die übrigen Zutaten hinein: Benzyladenin oder Kinetin. Falls man andere Kombinationen mit Ananas, Kartoffel oder Kokos wünscht, kann man diese Komponenten auch erst hier zumischen. Hormone werden mit einer Insulinspritze dosiert, bei der eine Gesamtfüllung nur 1 ml ausmacht, unterteilt in 40 oder 100 Skalenteile.
Die Hauptmenge der Nährbodenlösung bleibt inzwischen im zugedeckelten großen Topf auf ganz kleiner Flamme stehen.
Danach wird der pH-Wert überprüft, das darf auf keinen Fall vergessen werden. Dies kann mittels Prüfstreifen oder besser mit einem pH-Meter erfolgen. Dabei ist darauf zu achten, dass die Lösung ja heiß ist, das pH-Meter muss entsprechend eingestellt werden, es hat dafür einen Stellknopf. Ideal ist ein pH-Wert von 5,7, aber ein Bereich von 5,3 bis 6,0 ist akzeptabel. Ich korrigiere mit winzigen Mengen Zitronensäure bzw. verdünnter Kalilauge, Essig oder Natron wären alternativ möglich.
Die gelben Streifen sind die Spiegelung der Beleuchtung im Küchenabzug.
Danach kann abgefüllt werden. Mittels einer Spritze mit dicker Kanüle 30 x 1,5 mm sauge ich jeweils 5 ml des flüssigen Nährbodens auf.
Dann drücke ich ihn in ein senkrecht in einem Gestell stehendes Reagenzglas. Dabei vermeide ich unbedingt die Berührung der Kanüle mit der Glaswand.
Wenn die Gläser im Reagenzglas-Gestell alle gefüllt sind werden sie in die Honiggläser gestellt.
Zur Ablage der gefüllten Reagenzgläser verwende ich diese Gläser, sie fassen jeweils 12-13 Stück. Um Verwechselungen zu vermeiden – sie sind ja noch nicht beschriftet – lege ich einen kleinen mit Bleistift beschriebenen Zettel in jedes Glas, die Bleistiftschrift verwischt beim Sterilisieren nicht. Dagegen hält die Schrift auch von Permanent-Faserschreibern auf den einzelnen Gläsern das Sterilisieren nicht aus, die Beschriftung erfolgt also erst danach.
Die Gläser werden jetzt mit einem Wattestopfen verschlossen. Dabei recycle ich die Wattestopfen. Damit spart man sich Zeit; denn die Herstellung eines passenden Stopfens dauert wesentlich länger als die Verwendung bereits gebrauchter. Bei 100 – 200 Gläsern macht sich das doch bemerkbar. Man kann sie mehrere Male verwenden, falls man sie beim Umlegen der Sämlinge aus den Gläsern in der Sterilbank sauber beiseite legt.
Ich stecke die Stopfen vollständig in das Glas hinein. Andere formen den Stopfen so, dass er wie ein Sektkorken aussieht, d.h. ein Stück herausragt. Falls man den Stopfen nach dem Aussäen in das Glas abflämmen möchte ist das ein möglicher Weg. Ich flämme nicht ab. Der Vorteil bei meiner Methode ist, dass die Verdunstung aus dem Glas deutlich vermindert ist, so dass man die ungebrauchten Gläser wesentlich länger aufbewahren kann. Manche Arten keimen auch sehr lange, oft gibt es noch Nachkeimungen nach mehr als einem Jahr. Da darf der Nährboden natürlich inzwischen nicht austrocknen. Außerdem hatte ich nach längerer Lagerung der mittels „Sektkorken“ verschlossenen Gläser einen hohen Anteil an Kontamination mit Schimmel.
Eine Warnung muss ich aussprechen. Das Verschließen der Reagenzgläser mit den Wattestopfen ist nicht ganz ungefährlich. Der Stopfen soll relativ fest sitzen, da er nach einiger Zeit und auch nach dem Sterilisieren ohnehin etwas lockerer wird. Andererseits besteht immer die Gefahr, dass beim Hineindrücken eines zu dicken Stopfens das Reagenzglas zerbricht. Dabei können ganz schreckliche Wunden an den Fingern entstehen. Es ist daher notwendig, die Stopfen vorsichtig hineinzudrehen und nicht zu drücken.
Auf die Öffnung des Reagenzglases kommt dann ein Stück Alufolie. Bei einer Rollenbreite von 30 cm reiße ich einen Streifen von ca. 8 cm Breite ab und teile ihn in vier Stücke, die rechnerisch je 7,5 cm breit sind.
Anschließend kommen die Reagenzgläser in den Honiggläsern in den Drucktopf. Bei den großen Sicomatic-Töpfen muss man den Einsatz umdrehen, damit man den Deckel schließen kann. Damit stehen aber die Honiggläser im Wasser, was ich nicht sehr schätze. Ich habe mir dadurch geholfen, dass ich unten ohne den Einsatz 5 Metalldeckel von Marmeladengläsern einlege. Der Topf fasst jeweils 4 Honiggläser mit insgesamt ca. 50 Reagenzgläsern.
Ich wiederhole hier noch einmal einiges aus dem Teil 3. Unten im Topf müssen mindestens 2-3 cm hoch Wasser stehen. Nach dem Verschließen des Topfes, jedoch mit noch offenem Ventil, koche ich auf der höchsten Stufe an – bei mir ist das 9 – und warte bei geöffnetem Ventil, bis der Dampf zischend austritt. Dies soll ca. 1 min abgewartet werden, damit die Luft aus dem Topf und den Gläsern entweicht und durch den Wasserdampf verdrängt wird. Nur dadurch ist gesichert, dass beim Erscheinen des zweiten Rings am Ventil die Sterilisiertemperatur von 118 Grad erreicht wird. Sicomatic-Töpfe schaffen die sonst in der Praxis üblichen 121 Grad nicht, aber die 118 Grad reichen völlig aus.
Dann stelle ich den Herd auf 4,5 bis 5, verschließe das Ventil und lasse 30 min auf dem Herd stehen, wobei der Druck ansteigt, bis der zweite Ring sichtbar wird. Danach nehme ich den Topf vom Herd und lasse ihn mindestens 15 min abkühlen. Auf keinen Fall darf er geöffnet werden, solange noch Druck vorhanden ist, andernfalls schäumt der Nährboden in den Gläsern auf, möglicherweise bis zum Wattestopfen und ist dann nicht mehr verwendbar.
Jetzt einmal ein Abstecher zu anderen Methoden. Empfohlen wird immer auch der Backofen zum Sterilisieren. Dabei muss man sich darüber klar sein, dass man auf diese Weise nur Temperaturen von knapp über 100 Grad erreicht, weil dann das Wasser des Nährbodens kocht, eine höhere Temperatur ist eben nur über Druckaufbau möglich. Sporen werden so weniger sicher oder gar nicht abgetötet, die Gefahr des Verkeimens ist erhöht. Wenn man seltene Arten aussäen will, kann man diese Methode nicht empfehlen. Ein gebrauchter Sicomatic von rechnerisch 6,5 Liter (innen 18 cm hoch) kostet im Internet etwa 40-50 EUR, allerdings sind die Angebote für große gebrauchte Töpfe seltener geworden. Die 18 cm Höhe werden benötigt, um Reagenzgläser stehend sterilisieren zu können, und liegend geht halt nicht.
Wenn man jetzt die aus dem Topf geholten Gläser bis zum Erstarren des Agars senkrecht stehend abkühlen ließe, dann wäre die zur Aussaat zur Verfügung stehende Fläche nur so groß wie die Öffnung des Glases. Wir brauchen aber einen sog. Schrägagar mit wesentlich größerer Oberfläche. Dazu werden die Gläser mit dem noch heißen flüssigen Nährboden vorsichtig in eine Kiste gelegt, in der sie mit der Öffnung etwas höher liegen als mit dem Ende. Ich habe dazu ein altes Kistchen genommen und meinen Kindern ein paar Bauklötze entwendet. Man kann die Gläser dort hinein sogar in mehreren Lagen einlegen, man muss nur verhindern, dass der Nährboden beim Einlegen oder beim Transport des Kistchens versehentlich nach vorn in Richtung Wattestopfen läuft. Wird der Wattestopfen mit dem Nährboden benetzt, dann kann man das Glas wegwerfen. Es kommt also darauf an, dass die Öffnungen der Gläser ein wenig höher liegen als der Boden. Der flüssige Nährboden soll etwa bis zur Mitte des Reagenzglases laufen.
Inzwischen habe ich ein Brett, auf dem 40 Gläser nebeneinander Platz haben.
Falls ich in einer Charge mehrere Varianten an Nährboden sterilisiert habe, dann muss ich die Gläser noch in heißem Zustand beschriften, um sie unterscheiden zu können, andernfalls reicht es nach dem Abkühlen.
Ich verwende dazu die Staedtler Lumocolor permanent Faserstifte des Typs „F“. Die Schrift hält sich lange auf den Gläsern, ist aber nicht stabil beim Sterilisieren, muss also erst danach aufgebracht werden. Sie kann dann aber mit einem Brittschwamm wieder entfernt werden, wenn das Glas nach Gebrauch gereinigt wird.
Die Gläser sollen lange auskühlen und dabei absolut nicht bewegt werden, um dem Agar eine möglichst feste Form zu geben. Bei zu frühem Herausnehmen aus dem Kistchen und Senkrechtstellen kann der Agar wieder abrutschen, eine dann unschöne Sache.
Ich fasse die Gläser nach dem Sterilisieren grundsätzlich nicht mehr mit bloßen Fingern an sondern immer mit Gummihandschuhen. Sie werden schließlich in verschlossenen 1Liter- Gefrierbeuteln senkrecht oder schräg gelagert. Bei kühler Lagerung hält der Nährboden mindestens 6 Monate. Eine Lagerung im Kühlschrank ist möglich, ich habe aber den Platz dafür nicht und lagere bei Raumtemperatur. Es könnte sein, dass die Kontaminationsgefahr beim Lagern im Kühlschrank steigt, weil sich die Luft in den Gläsern im Kühlschrank zusammenzieht und ggf. Keime aus der Umgebungsluft ansaugt.
Der nächste Teil zeigt meine Nährbodenrezepturen aus einzelnen Chemikalien bzw. aus Stammlösungen.
© Text und Bilder: Dr. Claus Rüdiger Bernert - @